Effects of drought stress on antioxidant enzymes activity and some physiological traits of drought resistant and susceptible cultivars of wheat (Triticum aestivum L.)

Rahimi, Zeynab; Hosseinpanahi, Farzad; Siosemardeh, Adel

Effects of drought stress on antioxidant enzymes activity and some physiological traits of drought resistant and susceptible cultivars of wheat (Triticum aestivum L.)

Document Type : Original Article

Authors

¹ M. Sc. of Agronomy, Department of agronomy and plant breeding, Faculty of agriculture, University of Kurdistan, Sanandaj, Iran

² Assistant Professor, Department of Agronomy and Plant Breeding, Faculty of Agriculture, University of Kurdistan, Sanandaj, Iran

³ Associate Professor, Department of agronomy and plant breeding, Faculty of agriculture, University of Kurdistan, Sanandaj, Iran

Abstract

A field experiment was conducted in order to evaluate drought stress effects on some physiological traits of drought resistant and susceptible cultivars of wheat at agricultural faculty research field of University of Kurdistan during 2012-2013 growing season. The experiment was split plots based on randomized complete blocks design with three replications. The main plots were different levels of irrigation (FI as irrigation based on crop water requirement, 75%FI, 50%FI and 25%FI as irrigation based on 75%, 50% and 25% of crop water requirement in FI treatment, and NI as treatment without irrigation) and subplots were three wheat cultivars (Azar2 (resistant), Gascogen and Sayonce (susceptible). Results showed that ascorbic acid (ASA) amount increased only under severe stress conditions, and other stress levels did not affect amount of this metabolite. The amount of glycine betaine (GB) and peroxidase activity were increased with increase in drought stress severity. Also, the amount of the cultivars the amount of rubisco large subunit was decreased with increasing plant age and due to drought stress in sensitive and resistant cultivars. In flowering and dough stages, irrigation cause to decrease in malondialdehyde (MDA) concentration. In general, the activity of peroxidase enzyme and the MDA concentration in drought resistant cultivar (Azar2) showed a higher increase compared to other sensitive cultivars under the stress condition. The overall results of this study showed that the resistant and susceptible cultivars have different physiological responses to drought stress. Results of this study can help breeders to select suitable cultivars for drought stress.

Keywords

Full Text

مقدمه

تنش‌های محیطی به خصوص تنش خشکی از عوامل اصلی محدود کننده تولید در گیاهان زراعی هستند (Shekoofaet al., 2015). عوامل زیادی در نحوه پاسخ گیاهان نسبت به تنش خشکی مؤثر هستند، عواملی همچون ژنوتیپ گیاهی، مرحله رشدی گیاه، شدت و طول دوره تنش خشکی، فرآیندهای فیزیولوژیکی رشد، الگوهای متفاوت بیان ژنی و الگوهای متفاوت فتوسنتزی در نحوه پاسخ مؤثرند (Nezhadahmadiet al., 2013). تنش خشکی منجر به جلوگیری از فتوسنتز و در نهایت تجمع گونه‌های فعال اکسیژن می‌شود (Yadav and Sharma, 2016). آنتی‌اکسیدانت‌ها مولکول‌هایی هستند که موجب از بین بردن گونه‌های فعال اکسیژن و تأخیر در آسیب‌رسانی به سلول‌های گیاهی می‌شوند. میزان فعالیت آنتی‌اکسیدانتی از گونه‌ای به گونه دیگر متغیر است.گیاهان جهت مقابله با تنش اکسیداتیو ناشی ازرادیکال‌های فعال اکسیژن دارای مکانیزم‌های آنتی‌‌‌اکسیدانیآنزیمی و غیر‌‌آنزیمی می‌باشند (Nimse and Pal, 2015). آنتی‌‌‌اکسیدان‌های غیر‌آنزیمیشاملترکیبات آب گریز (توکوفرول‌هاوکاروتنوئیدها) وآبدوست (گلوتاتیونواسید‌آسکوربیک) می‌باشند (Racchi, 2013& Kimet al., 2014). آنزیم‌هایآنتی‌‌اکسیدانشاملسوپراکسیددیسموتاز (SOD)،کاتالاز (CAT)، آسکوربات‌پراکسیداز (APX) گلوتاتیونرداکتاز (GR) و پراکسیداز (POX) می‌باشد (Sytaret al., 2013& Wuet al., 2017). سیستم‌ دفاع آنتی‌اکسیدانیسلولدرمحافظتسلول‌هایگیاهیدرمقابلتنشاکسیداتیوناشیازوجودرادیکال‌هایفعالاکسیژننقشمهمیبر عهده دارد.

یکیازواکنش‌هاییکهدرحضور گونه‌هایاکسیژنفعال (ROS)سرعتبیشتریپیدامی‌کند،پرکسیداسیونلیپیدهایغشاییاست (Tripathiet al., 2017).پراکسیداسیونلیپیدی در کنار افزایش ROSهامی‌تواندمنجربهپارگیغشاءسلولیدرگیاهاندرزمانتنششود.مالون‌دی‌آلدئید بهعنوانیکمارکرزیستیمناسببرایاکسیداسیونلیپیدیمورداستفادهقرارمی‌گیردکهنتیجهاثرآنتخریباکسیداتیواست (Konget al., 2016). گیاهانمکانیزم‌هایحفاظتیمختلفیرابرایدفعیاکاهشROSدارندکهدرسطوحمختلفتنشمؤثراست. ازجملهآنتی‌اکسیدانت‌ها،آنزیمپراکسیدازمی‌باشدکهباعثشکستهشدنH₂O₂می‌گردد (Toscanoet al., 2016). آنزیم پراکسیداز با سم‌زدایی پراکسید هیدروژن نقش مهم و کلیدی در حذف

مالون‌‌دی‌آلدئید، که باعث پراکسیداسیون غشاء می‌شود ایفا می‌کند (Hojatiet al., 2011). مطالعات متعددی در زمینه افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانتی در پاسخ به تنش خفیف و شدید تنش خشکی وجود دارد (Geet al., 2014& Toscanoet al., 2016).

از آنتی‌اکسیدان‌های غیر‌آنزیمی اسید‌آسکوربیک است، که یکمولکول کوچکقابلحلدرآباست،دارایخاصیتآنتی‌اکسیدانیبالاییبودهوبهعنوانسوبسترای اولیهدرمسیر‌هایچرخه‌ای،برایسمیت‌زداییوخنثیکردنرادیکال‌هایسوپراکسیدواکسیژنمنفردنقشدارد.همچنینبهعنوان یکآنتی‌اکسیدانثانویهدربازچرخشآلفاتوکوفرولودیگرآنتی‌اکسیدان‌هایچربیدوستنقشایفامی‌کند (Afrozet al., 2016). اینمولکولآنتی‌اکسیدانهمراهدیگرترکیباتسیستمآنتی‌اکسیدانی،سلول‌هایگیاهیرادربرابرآسیب‌هایاکسیداتیوناشیاز متابولیسم‌هایهوازیفتوسنتزوتنفسوحتیآلودگی‌هاحفظمی‌نماید. مهم‌ترین نقش اسید‌آسکوربیک محافظت از پروتئین‌ها و لیپیدها در مواجهه گیاه با تنش‌های خشکی و شوری ذکر شده است (Akramet al., 2017&Nazet al., 2016).

گلیسین‌بتائینمعمول‌ترینمحلولآلیسازگارمی‌باشدکهدر می‌کروارگانیسم‌های مختلف،گیاهانعالیوحیواناتوجودداشتهو در میان ترکیباتآمونیومی چهارگانهشناختهشدهبیش‌ترینوفراوان‌ترین ترکیبدرپاسخبهتنشپسابیدگیدرگیاهانمی‌باشد.سنتز گلیسین‌بتائین در گیاهان توسط اکسیداسیون دو مرحله‌‌‌ای کولین (Choline) از طریق بتائین‌آلدئید (ماده واسط) صورت می‌گیرد. این واکنش توسط دو آنزیم کولین مونواکسیژناز (Choline monooxygenase) و بتائین‌آلدئید دهیدروژناز (Betaine aldehyde dehydrogenase) کاتالیز می‌شود (Rathinasabapathiet al., 1997). گلیسین‌بتائین در پاسخ به تنش در بسیاری از گیاهان زراعی مانند چغندرقند، اسفناج، جو، گندم و سورگوم تجمع پیدا می‌کند. مطالعات آزمایشگاهی نشاندادهکهگلیسین‌بتائینباعثپایداریواستحکامساختارهاو فعالیت‌هایآنزیمیوترکیب‌هایپروتئینیمی‌شودوپایداریدیوارةسلولیدرمقابلاثراتآسیب‌ رسانیبیشازحدنمک،سرما،گرماویخ‌زدگی ازجملهفعالیت‌هایآنبهشمار می‌رود (Zhang and Rue, 2014). ﯾﮑﯽ از آﻧﺰﯾﻢﻫﺎیﻣﻬﻢ در ﻓﻌﺎﻟﯿﺖﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰی ﮔﯿﺎه، روﺑﯿﺴﮑﻮ اﺳﺖﮐﻪ در ﺣﺪود 50 درﺻﺪﭘﺮوﺗﺌﯿﻦ‌ﻫﺎیﺑﺮﮔﯽ را ﺷﺎﻣﻞﻣﯽﺷﻮد. اﯾﻦﭘﺮوﺗﺌﯿﻦ از زﯾﺮ واﺣﺪﻫﺎیﺑﺰرگ و ﮐﻮﭼﮏﺗﺸﮑﯿﻞﺷﺪهﮐﻪﺑﻪﺗﺮﺗﯿﺐ به وسیله ژﻧﻮمﮐﻠﺮوﭘﻼﺳﺖ و ﻫﺴﺘﻪﺳﻨﺘﺰﻣﯽ‌ﺷﻮﻧﺪ. نتایج ﻣﻄﺎﻟﻌﺎتﻧﺸﺎن داده ﮐﻪﺗﻨﺶﻫﺎیﻣﺤﯿﻄﯽ اﺛﺮاتﺳﻮءﺑﺮﻓﻌﺎﻟﯿﺖ آﻧﺰﯾﻢ روﺑﯿﺴﮑﻮ داﺷﺘﻪﮐﻪﺑﻪﺻﻮرتﮐﺎﻫﺶﺳﻨﺘﺰﯾﺎﻓﻌﺎﻟﯿﺖ زﯾﺮ واﺣﺪﻫﺎ،ﺗﺨﺮﯾﺐ آنﻫﺎ و در ﻧﻬﺎﯾﺖ کاهش فتوسنتز تظاهر می‌یابد (Zintaet al., 2014). با توجه به نقش و اهمیت صفات فیزیولوژیکی در مطالعات تنش خشکی، این آزمایش به منظور بررسی نحوه تأثیر تنش خشکی روی فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان و برخی صفات فیزیولوژیکی در ارقام حساس و مقاوم به خشکی گندم انجام گردید.

مواد و روش‌ها

در این پژوهش اثرات تنش خشکی بر ارقام حساس و مقاوم به خشکی گندم به صورت آزمایش کرت‌های خرد شده بر پایه‌ی طرح بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکراردر سال زراعی 1392-1391 در مزرعه تحقیقاتی دانشکده کشاورزی دانشگاه کردستان واقع در 35 کیلومتری شهر سنندج(عرض جغرافیایی: 35 درجه و 17 دقیقه شمالی، طول جغرافیایی:47 درجه و 25 دقیقه شرقی، ارتفاع از سطح دریا:1480 متر، متوسط بارندگی سالانه:340 میلی‌متر) مورد ارزیابی قرار گرفت. کرت‌های اصلیشامل پنج سطح مختلف آبیاری (FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه، FI 75%، FI 50% و FI 25% به ترتیب آبیاری به میزان 75، 50 و 25 درصد نیاز آبی گیاه در تیمار FI، و NI تیمار بدون آبیاری)، و ﻛﺮتﻫﺎیﻓﺮﻋﻲ،ﺷﺎﻣﻞ ارﻗﺎمحساس (گاسکوژن و سایونز) و رقمﻣﺘﺤﻤﻞ (آذر 2، رﻗﻢ رﻳﺸﻚدار) به خشکی گندم بودند. کاشت ارقام درزمینیبامساحت 1200مترمربع بااستفادهازدستگاهخطیکارغلاتوباتراکم 400 بذردرمترمربع در تاریخ 10 آبان ماه سال 1391 انجامگردید. قبلازکاشتضدعفونیتمامبذورباقارچ‌کشکاربندازیمانجامشد. هرکرت فرعیشامل 19 خطکاشتبافاصلهخطوط 15 سانتی‌متربهعرض 3 متروطول 6 متربود. ﻫﻤﭽﻨﻴﻦﺟﻬﺖﺟﻠﻮﮔﻴﺮی از ﻧﺸﺖ آب از ﻫﺮﻛﺮت اﺻﻠﻲﺑﻪﻛﺮت اﺻﻠﻲﻣﺠﺎور،ﻓﺎﺻﻠﺔ 2 ﻣﺘﺮﺑﻴﻦﻛﺮتﻫﺎی اﺻﻠﻲ و ﻓﺎﺻﻠﻪ3ﻣﺘﺮﺑﻴﻦﺗﻜﺮارﻫﺎی آزﻣﺎﻳﺶﻣﻨﻈﻮرﺷﺪ. کود‌های مورد نیاز در زمان کاشت بر‌اساس نتایج آزمون خاک به میزان 100 کیلوگرم سوپر فسفات تریپل، 50 کیلوگرم سولفات پتاسیم و 100 کیلوگرم اوره مورد استفاده قرار گرفت. در فروردین ماه 1392 کنترل علف‌های هرز پهن برگ با استفاده از علف‌کش تو‌فور‌دی صورت گرفت و در طول دوره رشد نیز علف‌های هرز باقیمانده به صورت دستی وجین شد. محاسبه نیاز آبی گیاه بر اساس روش پنمن- مونتیث فائو (Allenet al., 1998) و پس از محاسبه تبخیر و تعرق مرجع و در نظر گرفتن ضریب گیاهی برای مراحل مختلف رشدی صورت گرفت. جزئیات محاسبه در رحیمی (2015) ارائه شده است (Rahimi, 2015). از زمان از سرگیری رشد فعال در فصل بهار (روز 17 فروردین مصادف با اوایل ساقه‌رفتن) تیمارهای مختلفآبیاری اعمال شد. آبیاری به صورت قطره‌ای و با استفاده از نوارهای تیپ درزدار صورت گرفت. جهت محاسبه میزان آب مصرفی، کرت‌های آزمایش با استفاده از لوله‌های پلی‌اتیلنی لوله‌کشی شد و مقدار آب مصرفی در هر آبیاری و برای هر کرت توسط کنتور اندازه‌گیری شد.

در مراحل گل‌دهی و پرشدن دانه (مرحله خمیری) نمونه‌هایی از برگ پرچم گیاهان (یک روز قبل و یک روز بعد از انجام آبیاری) از کرت‌های مختلف برداشت گردید و در تانک محتوای ازت مایع منجمد و به فریزر 40- درجه سانتی‌گراد در آزمایشگاه منتقل شد. برای اندازه‌گیری صفات فیزیولوژیکی مورد استفاده قرار گرفت.

سنجش محتوای اسید‌آسکوربیک (ASA)

به منظور اندازه‌گیری محتوای اسید‌آسکوربیک از روش موخرجی و چودهوری (Mukherjee and Choudhuri, 1983) استفاده شد. محتوای آسکوربیک‌اسید بر حسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر برگ بیان شد.

گلیسین‌بتائین(GB)

میزان گلیسین‌بتائین در برگ‌های گندم به روش گریو و گراتان (Grieve and Grattan, 1983) اندازه‌گیری شد. اسید‌سولفوریکبه عنوانشاهددستگاهمورداستفادهقرارگرفتو استانداردهانسبتبهآنسنجیدهشدند.

پروتئینزیرواحدبزرگآنزیمروبیسکو (rbcl)

بررسی تغییرات مقدار این پروتئین در طول دوره آزمایش با استفاده از روش SDS-PAGE انجام گرفت. جهت آماده‌سازی نمونه‌های پروتئینی 15 می‌کرولیتر از عصاره آنزیمی با 5 می‌کرولیتر بافر (10 میلی‌لیتر بافر ژل بالا، 5 میلی‌لیتر گلیسرول، یک گرم SDS، 2/0 میلی‌لیتر برومو‌فنل‌بلو (5/0 درصد در اتانول) و 1 میلی‌لیتر مرکاپتواتانول در یک ظرف ریخته شد و سپس با آب مقطر به حجم نهایی 20 میلی‌لیتر رسانده شد) مخلوط کرده و به مدت پنج دقیقه در آب جوش (با دمای 100 درجه سانتی‌گراد) قرار داده شدند. سپس 18 می‌کرولیتر از مایع سطحی در چاهک ژل SDS- پلی‌اکریل‌آمید به روش لاملی (Laemmli, 1970) تزریق گردید. با استفاده از نرم‌افزار Gel Quant NETژل‌های
SDS-PAGE تجزیه و تحلیل شده و وزن مولکولی نوارها مشخص گردید.

اندازه‌گیریپراکسیداسیونلیپیدها

مقدارپراکسیداسیونلیپیدهایغشائیبراساستشکیلکمپلکسمالون‌دی‌آلدئیدایجادشدهباتیوباربیتوریکاسید (TBA) سنجششد. برای اندازه‌گیریاین پارامتر غلظت مالون‌دی‌آلدئید(MDA) با استفاده ازروش هیت و پاکر (Heath and Packer, 1968) به عنوان محصول شاخصواکنش پراکسیداسیون اسیدهای چرب اندازه‌گیری شد. میزان مالون‌دی‌آلدئید با اندازه‌گیری در طول موج‌های 532 و 600نانومتر برحسبmol/g(مولبرگرموزنخشک) محاسبهشد.

ارزیابیفعالیتآنزیمی

نمونه‌هایپروتئینیاستخراجیبهمنظورارزیابیفعالیت‌هایآنزیمیدرویال‌هایجداگانهدرفریزرودردمای 42-درجهسانتی‌گرادنگهداریشدند. نمونه‌هایمربوطبههرواحدآزمایشیدرچندویالجداگانهنگهداریشد. تاطیاندازه‌گیریفعالیتهرآنزیمنمونهمربوطفقطیکبارازحالتانجمادخارجشود. دراینتحقیقبهمنظورارزیابیفعالیتآنزیم‌هایاسکوربات‌پراکسیداز و پراکسیدازنمونه‌هایپروتئینیاستخراجشده از₂O₂Hبهعنوانسوبستراوبراساسفرآیندتجزیه ₂O₂Hبهآبواکسیژنبه وسیلهآنزیم‌هایفوقاندازه‌گیری شد.

به منظور سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز از روش همدا و کلین (Hemeda and Klein, 1990) استفاده شد. فعالیت آنزیم پراکسیداز با استفاده از ضریب خاموشی برابرmM^-1cm^-1 6/26 و ضریب 4 مولکولی تعیین گردید.

فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز به روش ناکونو و اسدا (Nakano and Asada, 1987) اندازه‌گیری گردید. فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز بر اساس میزان اکسید شدن آسکوربات در طول موج 290 نانومتر و با استفاده از ضریب خاموشی برابرmM^-1cm^-1 8/2 تعیین گردید.

پس از اندازه‌گیری صفات مورد مطالعه تجزیه واریانس و مقایسات میانگین داده‌ها توسطنرم‌افزار MSTAT-C انجام شد. رسم نمودارها در محیط برنامه Excel صورت گرفت.مقایسه میانگین داده‌ها توسط آزمون چند دامنه‌ای دانکن صورت گرفت.

نتایج و بحث

اسید‌آسکوربیک

نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده‌ها نشان داد که اثر تیمارهای آبیاری و اثر متقابل سطوح تیمارهای آبیاری و ارقام مورد بررسی بر میزان اسید‌آسکوربیک معنی‌دار بود و تنها اثر رقم در مرحله خمیری قبل از آبیاری غیر معنی‌دار شد (جدول 1). در مرحله گل‌دهی قبل از انجام آبیاری بین ارقام حساس گاسکوژن و سایونز در تیمار آبیاری 50% نیاز آبی گیاه از نظر میزان اسید‌آسکوربیک اختلاف معنی‌داری وجود داشت (شکل 1). در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری یک روند کاهشی در میزان اسید‌آسکوربیک ارقام حساس و مقاوم مشاهده شد اما در رقم مقاوم آذر 2 با کاهش بیشتر فراهمی آب در تیمارFI25% و NI میزان اسید‌آسکوربیک نسبت به تیمار شاهد افزایش یافت. احتمالاً در ارقام مقاوم تولید بیشتر گونه‌های اکسیژن فعال سبب شده است که نیاز به اسید‌آسکوربیک جهت کاهش بخشی از صدمات اکسیداتیو در گیاه بیشتر گردد. در مرحله خمیری قبل از آبیاری میزان اسید‌آسکوربیک در تیمارهایی که آب دریافت کرده بودند کمتر از مقدار آن در تیمار دیم بود که هیچ گونه آبی دریافت نکرده بود. در مرحله خمیری بعد از انجام آبیاری یک روند کاهشی در میزان اسید‌آسکوربیک در ارقام حساس و مقاوم مشاهده شد اما در تیمار NI که دارای شدیدترین سطح تنش خشکی بود، میزان اسید‌آسکوربیک نسبت به سایر تیمارها بیشتر بود (شکل 1). تنش خشکینهتنهارشدونموگیاهانراکاهشمی‌دهد،بلکهموجبتغییردرمسیر برخیفرآیندهای متابولیسمی نیزمی‌گردد. طیتنشخشکیدرازمدت،انتقالموادبهعلتکاهشآبقابلدسترس،منجربهتغییرغلظتبرخیمتابولیت‌هامی‌شود. در‌‌نتیجه، میزانموادمحلولسازگاربهخشکیمانندقندها،قندهایالکلی،آمینو‌اسیدهایویژه نظیر پرولین، گلیسین‌بتائین و اسید‌آسکوربیک افزایشمی‌یابد. اسید‌آسکوربیک به دلیل حذف رادیکال‌های آزاد حاصل ازتنش‌ها، به خصوص اکسیژن رادیکالی، ونقش آن در تحریک و انبساط سلولی و جذب مواد به درون سلول، می‌تواند از خطر اکسیده شدن گیاهان در برابر تنش‌ها محیطی جلوگیری کند (Gallie, 2013). اسید‌آسکوربیک از آنتی‌اکسیدان‌های مهم غیر‌آنزیمی در گیاه است که در بهبود تحمل به تنش مؤثر می‌باشد (Akramet al., 2017& Gallie, 2013). آسکوربات به عنوان جزئی از سیستم دفاعی غیر‌آنزیمی گیاه منجر به غلبه و خنثی‌سازی گونه‌های فعال اکسیژن می‌شود که معمولاً در طی تنش خشکی انباشت می‌شوند (Akramet al., 2017). آسکوربات در شرایط تنش با کاهش پراکسید اسیون لیپیدی غشاء باعث مقاومت در برابر تنش‌های خشکی و شوری می‌شود (Shalata and Neumann, 2001). در شرایط تنش خشکی به منظور باز داشتن و یا به تأخیر انداختن آسیب به غشا میزان محتوای اسید آسکوربیک در گیاه تحت تنش افزایش می‌یابد. افزایش در غلظت آسکوربیک اسید در گیاه گندم و در شرایط تنش خشکی توسط سایرام و همکاران (1998) گزارش شده است.

جدول 1-تجزیه واریانس میزان اسید‌آسکوربیک در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم تحت سطوح مختلف آبیاری
Table 1. Analyze of variance (squares mean) forascorbic acid in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat under different irrigation levels
مرحله نمونه‌برداری Sampling stage
بعد از آبیاری در مرحله خمیری	قبل از آبیاری در مرحله خمیری	بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی	قبل از آبیاری در مرحله گل‌دهی	درجه آزادی	منابع تغییرات
Dough stage, After irrigation	Dough stage, Before irrigation	Flowering stage, After irrigation	Flowering stage, Before irrigation	Degree of freedom	S.O.V
0.119^ns	0.150^ns	0.019^ns	0.020^ns	2	Replication
0.245^*	0.341^*	0.217^**	0.447^**	4	Irrigation levels
0.036	0.073	0.008	0.040	8	First error
0.491^*	0.241^ns	0.118^**	0.201^*	2	Cultivar
0.291^*	0.309^*	0.092^**	0.286^**	8	Irrigation levels× Cultivar
0.089	0.097	0.004	0.039	20	Second error
%21.28	%18.87	%5.23	%11.35	-	(%)CV
ns، * و ** به ترتیب غیر معنی‌دار و معنی‌دار در سطوح احتمال 5 و 1 درصد
ns, * and ** are non-significant and significant at 1% and 5 % probability levesl, respectively

شکل 1- مقایسه میانگین مربوط به اثر تیمارهای مختلف آبیاری و رقم بر میزان آسکوربیک‌اسید قبل و بعد از آبیاری در مراحل گل‌دهی و خمیری در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم (FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه،FI 75%، FI 50% وFI 25% به ترتیب آبیاری به میزان 75، 50 و 25 درصد نیاز آبی گیاه در تیمارFI وNI تیمار بدون آبیاری).FW یعنی وزن تر

Fig 1.Mean comparisons for interaction effect of irriagation levels and cultivars on Ascorbic acid after and before irrigation at flowering and dough stages in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat.

(FI is irrigation based on crop water requirement, 75%FI, 50%FI and 25%FI are irrigation based on 75%, 50% and 25% of crop water requirement in FI treatment, respectively and NI is treatment without irrigation). FW means fresh weight

گلیسین‌بتائین

نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده‌ها نشان داد که اثر تیمارهای آبیاری بر میزان گلیسین‌بتائین در مرحله گل‌دهی و خمیری بعد از آبیاری و در مرحله خمیری قبل از آبیاری به ترتیب در سطح احتمال 1 و 5 درصد معنی‌دار بود (جدول 2). در مرحله گل‌دهی و خمیری بعد از انجام آبیاری رابطه بین میزان گلیسین‌بتائین و شدت تنش خشکی، یک رابطه خطی با همبستگی بالا و معنی‌دار بود (شکل 2). به گونه‌ای که با افزایش سطوح تنش خشکی، میزان گلیسین‌بتائین در ارقام حساس و مقاوم افزایش یافت. بیش‌ترین میزان گلایسین بتائین در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری در تیمار NI و کم‌ترین میزان آن از تیمار FI حاصل شد. شیب افزایش میزان گلیسین‌بتائین تحت تأثیر تنش خشکی در مرحله خمیری بعد از آبیاری بیشتر بود. از آن‌جایی‌که در مناطق مدیترانه‌ای شدت تنش خشکی و همچنین دمای محیط در فصل بهار به تدریج افزایش می‌یابد، احتمالاً به همین دلیل شیب افزایش میزان گلایسین‌بتائین در مرحله خمیری نیز بالاتر از مرحله گل‌دهی بود. این مسئله می‌تواند یک نوع پاسخ سازگاری در گیاه باشد. با توجه به نتایج موجود به نظر می‌رسد گلیسین‌بتائین در شرایط تنش در ارقام حساس و مقاوم برای کاهش اثرات مضر کمبود آب که به وسیله تنش‌های محیطی مختلف ایجاد می‌شود تولید و تجمع یابد. به طور کلی، گلیسین‌بتائین در شرایط تنش در گیاهان ظاهر می‌شود و به عنوان یک متابولیت ثانویه در تنظیم اسمزی نقش‌آفرینی می‌کند و با رشد گیاهان در محیط‌های خشک و شور همبستگی بالایی دارد. بتائین به عنوان یکی از اسمولیت‌های سازگاری نقش مهمی در مقابله با تنش خشکی و حفظ ساختارهای سلول گیاهی دارد (Dawood and Sadak, 2014 & Farooqet al., 2012). نتیجه پژوهش حاضر با نتایج به دست آمده از تحقیقات دیگر پژوهشگران مطابقت دارد (Dawood, 2016 & Fariddudinet al., 2013).

جدول 2- تجزیه واریانس گلیسین‌بتائین در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم تحت سطوح مختلف آبیاری
Table 2. Analyze of variance (squares mean) for glycine betaine in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat under different irrigation levels
مرحله نمونه‌برداری Sampling stage
بعد از آبیاری در مرحله خمیری	قبل از آبیاری در مرحله خمیری	بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی	قبل از آبیاری در مرحله گل‌دهی	درجه آزادی	منابع تغییرات
Dough stage, After irrigation	Dough stage, Before irrigation	Flowering stage, After irrigation	Flowering stage, Before irrigation	Degree of freedom	S.O.V
0.221^ns	0.308^ns	0.928^ns	0.391^ns	2	Replication
45.554^**	2.038^*	18.845^**	0.135^ns	4	Irrigation levels
1.407	0.292	0.589	0.799	8	First error
0.422^ns	0.848^ns	1.678^ns	1.230^ns	2	Cultivar
0.672^ns	0.317^ns	1.008^ns	0.330^ns	8	Irrigation levels× Cultivar
0.864	0.686	0.504	0.590	20	Second error
%14.01	%25.30	%12.40	%26.61	-	(%)CV
ns، * و ** به تر تیب نشان دهنده غیر معنی‌داری و معنی‌دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد
ns, * and ** are non-significant and significant at 1% and 5 % probability level, respectively

شکل 2- رگرسیون خطی مربوط به اثر تیمارهای مختلف آبیاری بر میزان گلایسین‌بتائین بعد از آبیاری در مراحل گل‌دهی و خمیری در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم (FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه،FI 75%، FI 50% وFI 25% به ترتیب آبیاری به میزان75، 50 و 25 درصد نیاز آبی گیاه در تیمار FI وNI تیمار بدون آبیاری).DW یعنی وزن خشک

Fig 2. Linear regression foreffect of different irrigation treatments on glycin betaine after irrigation at flowering and dough stages in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat

غلظت مالون‌‌دی‌آلدئید

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که تنها اثر رقم بر میزان مالون‌دی‌آلدئید در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری و در مرحله خمیری قبل و بعد از آبیاری در سطح 1 درصد معنی‌دار بود (جدول 3). نتایج مقایسه میانگین رقم‌های مورد بررسی از لحاظ میزان مالون‌دی‌آلدئید در مرحله گل‌دهیبعد از آبیاری و مراحل خمیری قبل و بعد از آبیاری نشان داد که بین رقم مقاوم به خشکی آذر2 و ارقام حساس به تنش خشکی گاسکوژن و سایونز در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری تفاوت معنی‌داری وجود داشت. نتایج نشان داد که میزان مالون‌دی‌آلدئید در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری در رقم مقاوم آذر 2 بیشتر از ارقام حساس سایونز و گاسکوژن بود (شکل 3). میزان مالون‌دی‌آلدئید در مرحله خمیری بعد از آبیاری در مقایسه با مرحله خمیری قبل از آبیاری به ترتیب در ارقام آذر2، گاسکوژن و سایونز 42/58، 14/58 و 29/62 درصد کاهش یافت. بیش‌ترین و کم‌ترین میزان مالون‌دی‌آلدئید به ترتیب مربوط به مرحله خمیری قبل و بعد از آبیاری بود (شکل 3). با توجه به نتایج این آزمایش رقم مقاوم به خشکی آذر2 در مقایسه با ارقام حساس به تنش خشکی گاسکوژن و سایونز با افزایش شدت تنش میزان مالون‌دی‌آلدئید کمتری را افزایش داده بود که می‌تواند دلیل بر مقاوم به خشکی بودن رقم آذر2 باشد. Russo and Belligno (2010) گزارش کردند تنش خشکی باعث تنش اکسیداتیو و تولید رادیکال‌های آزاد می‌شود. مالون‌دی‌آلدئید یک محصول پراکسیداسیون اسیدهای چرب اشباع نشده در فسفولیپیدها است. از سطح پراکسیداسیون لیپیدی به عنوان یک نشانه رادیکال آزاد مضر برای غشاء سلولی تحت شرایط تنش استفاده شده است. بنابراین MDA به عنوان یک معرف برای بررسی میزان صدمات غشاء در شرایط تنش مورد استفاده قرار می‌گیرد (Ayalaet al., 2014 & Yanget al., 2017).

جدول 3- تجزیه واریانس تغییرات غلظت مالون‌دی‌آلدئید در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم تحت سطوح مختلف آبیاری.
Table 3. Analyze of variance (squares mean) for concentration of MDA in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat under different irrigation levels
مرحله نمونه‌برداری Sampling stage
بعد از آبیاری در مرحله خمیری	قبل از آبیاری در مرحله خمیری	بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی	قبل از آبیاری در مرحله گل‌دهی	درجه آزادی	منابع تغییرات
Dough stage, After irrigation	Dough stage, Before irrigation	Flowering stage, After irrigation	Flowering stage, Before irrigation	Degree of freedom	S.O.V
0.002	0.002	0.022	0.002	2	Replication
0.015^ns	0.051^ns	0.004^ns	0.011^ns	4	Irrigation levels
0.007	0.019	0.021	0.014	8	First error
0.022^**	0.075^**	0.072^**	0.052^ns	2	Cultivar
0.005^ns	0.007^ns	0.016^ns	0.010^ns	8	Irrigation levels× Cultivar
0.003	0.011	0.012	0.012	20	Second error
%15.66	%11.49	%17.21	%16.31	-	(%)CV
ns، * و ** به تر تیب نشان دهنده غیر معنی‌داری و معنی‌دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد
ns, * and ** are non-significant and significant at 1% and 5 % probability level, respectively

شکل 3- مقایسه میانگین اثر رقم بر میزان مالون‌دی‌آلدئید قبل و بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی و خمیری در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم (FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه،FI 75%، FI 50% و FI 25% به ترتیب آبیاری به میزان 75، 50 و 25درصد نیاز آبی گیاه در تیمارFI وNI تیمار بدون آبیاری).FW یعنی وزن تر

Fig 3. Mean comparison foreffect of cultivars on MDA content after and before irrigation at flowering and dough stages in drought- resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat.

فعالیت آنزیم پراکسیداز

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر سطوح تنش خشکی و رقم بر روی میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در مراحل گل‌دهی و خمیری قبل و بعد از آبیاری در سطح احتمال 1 درصد و 5 درصد معنی‌دار بود و نیز اثر متقابل سطوح مختلف آبیاری و ارقام مورد برسی بر روی میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری در سطح 1 درصد و در مرحله خمیری قبل از آبیاری در سطح احتمال 5 درصد معنی‌دار بود (جدول 4). نتایج مقایسه میانگین اثر متقابل سطوح مختلف آبیاری و ارقام مورد بررسی در مرحله گل‌دهی بعد از آبیاری بر میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز نشان داد که کم‌ترین و بیش‌ترین میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز به ترتیب در تیمارهای FI و NI مربوط به رقم آذر2 بود. با افزایش شدت تنش خشکی در همه‌ی ارقام افزایش فعالیت آنزیم پراکسیداز مشاهده گردید. نتایج نشان داد که ارقام آذر2، گاسکوژن و سایونز مربوط ئر سطح آبیاری NI به ترتیب 150، 57 و 106 درصد میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز را نسبت به تیمار آبیاری FI افزایش داده بود. باتوجه به نتایج رقم مقاوم به خشکی آذر2 بیش‌ترین افزایش فعالیت آنزیم پراکسیداز را تحت تنش خشکی در مقایسه با دو رقم حساس به خشکی نشان داده است (شکل 4).اثر متقابل سطوح مختلف آبیاری و رقم در مرحله خمیری قبل از آبیاری بر میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز نشان داد که در تیمارهای FI و NI بیش‌ترین و کم‌ترین میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز مربوط به رقم آذر2 و سایونز بود. با افزایش شدت تنش خشکی در همه‌ی ارقام فعالیت آنزیم پراکسیداز افزایش یافت. نتایج نشان داد که ارقام آذر2، گاسکوژن و سایونز مربوط به تیمار NI به ترتیب 4/23، 61/30 و 51/14 درصد میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز را نسبت به تیمار FI (آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه) 25% افزایش داده بودند. باتوجه به نتایج رقم مقاوم به خشکی آذر2 بیش‌ترین افزایش فعالیت آنزیم پراکسیداز را تحت تنش خشکی در مقایسه با دو رقم حساس به خشکی نشان داده است (شکل 5). در مطالعه تاثیر تنش خشکی بر روی ارقام حساس و متحمل به تنش خشکی گندم گزارش شد که فعالیت آنزیم پراکسیداز افزایش داشت و این افزایش در ارقام متحمل بیشتر بود (Naderiet al., 2014). آنزیم پراکسیداز در شرایطتنش خشکی با حذف پراکسید هیدروژن و حذف مالون‌دی‌آلدئید که باعث پراکسیداسیون غشاء می‌شود نقش مهم و کلیدی را در شرایط تنش خشکی ایفا می‌کند. در مطالعه‌ای بررسی تأثیر تنش شوری و خشکی بر فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی در شیرین‌‌بیان مشخص کرد که فعالیت سوپراکسید‌دیسموتاز در تنش شوری و خشکی کاهش پیدا می‌کند و فعالیت پراکسیداز در تنش شوری و خشکی، ابتدا کاهش و سپس با ادامه تنش افزایش پیدا می‌کند (Hojatiet al., 2011).

جدول 4-تجزیه واریانس فعالیت آنزیم پراکسیداز در مرحله گل‌دهی و خمیری در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم تحت شرایط سطوح مختلف آبیاری.
Table 4. Analyze of variance (squares mean) for Peroxidase enzyme activity in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat under different irrigation levels.
مرحله نمونه‌برداری Sampling stage
بعد از آبیاری در مرحله خمیری	قبل از آبیاری در مرحله خمیری	بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی	قبل از آبیاری در مرحله گل‌دهی	درجه آزادی	منابع تغییرات
Dough stage, After irrigation	Dough stage, Before irrigation	Flowering stage, After irrigation	Flowering stage, Before irrigation	Degree of freedom	S.O.V
0.000^ns	0.00001^ns	0.000^ns	0.000^ns	2	Replication
^**0.026	^**0.034	^**0.018	^**0.005	4	Irrigation levels
0./000	0.0001	0.000	0.001	8	First error
^**0.004	0.005^**	^**0.002	^*0.005	2	Cultivar
0.000^ns	0.001^*	0.001^**	0.003^ns	8	Irrigation levels× Cultivar
0.000	0.000	0.000	0.002	20	Second error
%9.15	%11.21	%5.65	%25.6/	-	(%)CV
ns، * و ** به تر تیب نشان دهنده غیر معنی‌داری و معنی‌دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد
ns, * and ** are non-significant and significant at 1% and 5 % probability level, respectively

شکل 4- مقایسه میانگین اثر متقابل سطوح مختلف آبیاری و رقم بر روی فعالیت آنزیم پراکسیداز بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم (FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه،FI 75%، FI 50% و FI 25% به ترتیب آبیاری به میزان 75، 50 و 25 درصد نیاز آبی گیاه در تیمار FI وNI تیمار بدون آبیاری).

Fig 4. Mean comparisons for interaction effect of irriagation levels and cultivars on Peroxidase enzyme activity after irrigation at flowering stage in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat.

آسکوربات‌پراکسیداز (APX)

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها نشان داد که اثر متقابل سطوح تنش خشکی و رقم روی میزان فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز تنها در مرحله گل‌دهی قبل و بعد از آبیاری در سطح احتمال 5 درصد معنی‌دار بود (جدول 5). به طور کلی روند مشخصی در ارتباط با فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز مشاهده نشد (شکل 6). در هر سه رقم میزان فعالیت آنزیم در تیمارهای FI50% و FI25% نسبت به تیمار شاهد افزایش یافت اما در تیمار تنش شدید (NI) مجدداً دچار کاهش شد. همچنین در مرحله گل‌دهی قبل و بعد از انجام آبیاری میزان فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز در تیمار 75 درصد نیاز آبی گیاه مربوط به رقم حساس گاسکوژن و مقاوم آذر 2 نسبت به تیمار شاهد در مقایسه با تیمارهای آبی دیگر روندی کاهشی داشته است. دلیل این کاهش برای ما مشخص نبود، اما احتمالاً در تیمار تنش شدید ظرفیت عمومی ارقام برای فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیداز به دلیل کاهش فرآورده‌های فتوسنتزی کاهش یافته است. نتیجه‌گیری در این خصوص نیازمند تحقیقات بیشتر می‌باشد. از طرفی APX در پاسخ به تعدادی از تنش‌های محیطی از قبیل شوری، خشکی و سرما فعال می‌شود (Bonifacio et al., 2011, Tewari et al., 2013 &Wang et al., 2013). ممکن است تحت شرایط تنش فعالیت برخی از آنزیم‌ها افزایش و فعالیت برخی دیگر کاهش یابد. به عبارتی بهتر افزایش تنش لزوماً به منزله افزایش تمام ظرفیت‌های آنتی‌اکسیدانی گیاه نیست. در مطالعات قبلی افزایش APX در اثر تنش خشکی در گندم گزارش شده است (Cuiet al., 2017 &Wang et al., 2014).در این مطالعه چنین افزایشی فقط در سطوح متوسط تنش اتفاق افتاد و در تنش شدید نتایج عکس مشاهده گردید.

جدول 5- تجزیه واریانس آسکوربات‌پراکسیداز در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم تحت سطوح مختلف آبیاری
Table 5. Analyze of variance (squares mean) forAscorbate peroxidase in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat under different irrigation levels
مرحله نمونه‌برداری Sampling stage
بعد از آبیاری در مرحله خمیری	قبل از آبیاری در مرحله خمیری	بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی	قبل از آبیاری در مرحله گل‌دهی	درجه آزادی	منابع تغییرات
Dough stage, After irrigation	Dough stage, Before irrigation	Flowering stage, After irrigation	Flowering stage, Before irrigation	Degree of freedom	S.O.V
0.513^ns	0.274^ns	0.649^ns	0.034^ns	2	Replication
0.522^ns	0.616^ns	2.130^ns	7.183^**	4	Irrigation levels
0.890	0.878	0.673	0.271	8	First error
0.359^ns	0.141^ns	4.304^**	5.662^**	2	Cultivar
0.917^ns	2.081^ns	1.273^**	1.985^**	8	Irrigation levels× Cultivar
0.504	0.958	0.238	0.319	20	Second error
%29.64	%29.61	%17.69	%16.93	-	(%)C.V.
ns، * و ** به تر تیب نشان دهنده غیر معنی‌داری و معنی‌دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد
ns, * and ** are non-significant and significant at 1 % and 5 % probability level, respectively

شکل 6- مقایسه میانگین اثر متقابل سطوح مختلف آبیاری و رقم بر روی فعالیت آنزیم آسکوربات‌پراکسیدازدر مراحله گل‌دهی قبل و بعد از آبیاری در ارقام مقاوم (آذر 2) و حساس (گاسکوژن و سایونز) به خشکی گندم (FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه، FI 75%، FI 50% و FI 25% به ترتیب آبیاری به میزان 75، 50 و 25 درصد نیاز آبی گیاه در تیمار FI و NI تیمار بدون آبیاری).

Fig 6. Mean comparisons for interaction effect of irriagation levels and cultivars on Ascorbate peroxidase activitybefore and after irrigation at flowering stage in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat.

پروتئین زیر واحد بزرگآنزیمروبیسکو

با استفاده از نرم‌افزار Gel Quant NET ژل‌های SDS-PAGE آنالیز شدند و شدت باندهای آن‌ها نسبت به هم سنجیده و وزن مولکولی باندها با استفاده از لدر پروتئینی (10 تا 170 kDa) به کار برده شده مشخص گردید. باندی که وزن مولکولی آن KD55 بود به عنوان باند پروتئین زیر واحد بزرگ آنزیم روبیسکو شناسایی گردید (شکل7). نتایج به دست آمده نشان داد که میزان پروتئین rbcl در طی دوره آزمایش در مراحل گل‌دهی و خمیری بعد از انجام آبیاری در ارقام حساس و مقاوم تحت تنش خشکی کاهش پیدا کرد. مشخص شده است که تخریب پروتئین‌هایاسترومای کلروپلاست به ویژه آنزیم روبیسکو در شرایطتنش اکسیداتیو به وسیله رادیکال‌های فعال اکسیژن بهصورت غیر آنزیمی صورت می‌گیرد. به دلیل این‌کهدر زمان پیری و در اثر تنش خشکی میزان ROS در کلروپلاست افزایش می‌یابد، بنابراین هم در اثر پیری و همدر زمان تنش خشکی تخریب پروتئین آنزیم روبیسکوافزایش می‌یابد. بیش از 40 درصد پروتئین محلول کلبرگ را آنزیم روبیسکو تشکیل می‌دهد بنابراینکاهش آنزیم روبیسکو در اثر تنش اکسیداتیو می‌تواندکاهش پروتئین محلول کل را در زمان پیری و در اثر تنشخشکی توجیه کند. همچنین با توجه ‌به نقش آنزیم روبیسکو در تثبیت CO₂در گیاهان، کاهش فعالیت آنزیم روبیسکو در اثر تنش خشکی می‌تواند اثر تنش خشکی را در تسریع پیری نیزتوجیهکند (Parry aet al., 2002). کاهش آنزیم روبیسکو طی تنش خشکی در گیاهان توسط محققین بسیاری گزارش شده است (Perdomoet al., 2017 & Sharwoodet al., 2016).

نتیجه‌گیریکلی

تنش خشکی از طریق تولید گونه‌های فعال اکسیژن منجر به آسیب اکسیداتیوبه غشاء، پروتئین‌ها و اسیدهای نوکلئیکمی‌شود و کارکرد آن‌ها را مختل می‌نماید. در این آزمایش تغییراتی در میزان آنتی‌اکسیدان‌ها و نشانگر‌های تخریب غشای سلولی مشاهده شد که بسته به رقم و میزان آبیاری متفاوت بود. رقم متحمل به تنش خشکی (آذر 2) در مقایسه با ارقام حساس (گاسکوژن و سایونز) با پاسخ فیزیولوژیکی از جمله افزایش میزان اسید آسکوربیک و آنزیم پراکسیداز منجر به ایجاد شرایط بهتری در تحمل تنش خشکی شد. بروز تغییرات فیزیولوژیکی تحت تاثیر تنش خشکی در ارقام مورد مطالعه منجر به کاهش آنزیم روبیسکو شد که دلیل آن ایجاد تنش اکسیداتیو در اثر تنش خشکی بود.

بعد از آبیاری در مرحله خمیری Dough stage, After irrigation	قبل از آبیاری در مرحله خمیری Dough stage, Before irrigation	بعد از آبیاری در مرحله گل‌دهی Flowering stage, After irrigation	قبل از آبیاری در مرحله گل‌دهی Flowering stage, Before irrigation
				550KD آذر 2 Azar 2
				550 KD گاسکوژن Gascogen
				550KD سایونز Sayonce
شکل 7: تغییرات پروتئین زیر واحد بزرگ آنزیم روبیسکو در ارقام حساس (گاسکوژن و سایونز) و مقاوم (آذر 2) به خشکی گندم تحت سطوح مختلف آبیاری. اعداد یک تا پنج به ترتیب نشان دهنده سطوح مختلف آبیاری شامل FI، آبیاری به میزان نیاز آبی گیاه،FI 75%، FI 50% و FI 25% به ترتیب آبیاری به میزان 75، 50 و 25 درصد نیاز آبی گیاه در تیمار FIو NI تیمار بدون آبیاری.
Fig 7. Changes in large subunit of Rubisco protein in drought-resistant (Azar2) and drought-susceptible (Gascogne and Sayonce) cultivars of wheat under different irrigation levels. Numbers 1- 5 are related to FI, 75%FI, 50%FI, 25%FI and NI respectively. (FI is irrigation based on crop water requirement, 75%FI, 50%FI and 25%FI are irrigation based on 75%, 50% and 25% of crop water requirement in FI treatment, respectively and NI is treatment without irrigation).

References

Afroz, R., Tanvir, E.M., Paul, S., Bhoumik, N.C., Gan, S.H. and Khalil, M.I. 2016. DNA damage inhibition properties of sundarban honey and its phenolic composition. Journal of Food Biochemistry, 40 (4): 436-445.

Akram, N.A., Shafiq, F. and Ashraf, M. 2017. Ascorbic Acid-A potential oxidant scavenger and its role in plant development and abiotic stress tolerance. Frontiers in Plant Science, 8: 1-17.

Allen, R.G., Pereira, L.S., Raes, D. and Smith, M. 1998. Crop evapotranspiration Guidelines for computing crop water requirements - FAO Irrigation and drainage, 56 P.

Ayala, A., Muñoz, M.F. and Argüelles, S. 2014. Lipid peroxidation: production, metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-hydroxy-2-nonenal. Oxidative medicine and cellular longevity. Hindawi, 2014: 1-31.

Bonifacio, A., Martins, M.O., Ribeiro, C.W., Fontenele, A.V., Carvalho, F.E., Margis–Pinheiro, M. and Silveira, J.A. 2011. Role of peroxidases in the compensation of cytosolic ascorbate peroxidase knockdown in rice plants under abiotic stress. Plant Cell Environ, 34: 1705-1722.

Cui, G., Zhao, X., Liu, S., Sun, F., Zhang, C. and Xi, Y. 2017. Beneficial effects of melatonin in overcoming drought stress in wheat seedlings. Plant Physiology and Biochemistry, 118: 138-149.

Dawood, M.G. 2016. Influence of osmoregulators on plant tolerance to water stress. Agricultural Science, 13 (1): 42-58.

Dawood, M.G. and Sadak, M.Sh. 2014. Physiological role of glycinebetaine in alleviating the deleterious effects of drought stress on canola plants (Brassicanapus L.). Middle East Journal of Agriculture Research, 3: 943-954.

Fariddudin, Q., Varshney, P., Yusuf, M., Ali, A. and Ahmad, A. 2013. Dissecting the role of glycine betaine in plants under abiotic stress. Plant stress, 7 (1): 8-18.

Farooq, M., Hussain, M., Wahid, A. and Siddique, K.H.M. 2012. Drought Stress in Plants: An Overview. R. Aroca (ed.), Plant Responses to Drought Stress, Chapter 1, pp. 1-6.

Gallie, D.R. 2013. Increasing vitamin C content in plant foods to improve their nutritional value successes and challenges. Nutrients, 5: 3424-3446.

Ge, Y., Guest, D. I. and Bi, Y. 2014. Differences in the induction of defence responses in resistant and susceptible muskmelon plants infected with Colletotrichum lagenarium. Journal of Phytopathology,162: 48-54.

Grieve, C.M. and Grattan, S.R. 1983. Rapid assay for determination of water soluble quaternary ammonium compounds. Plant Soil, 70: 303-307.

Heath, R.L. and Packer, L. 1968. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. Kinetics and stiochemistry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biopysics, 125: 189-198.

Hemeda, H.M. and Klein, B.P. 1990. Effects of naturally occurring antioxidants onperoxidase activity of vegetable extracts. Journal Food Science, 55 (1): 184-185.

Hojati, M., Modarres-Sanavy, A.M.M., Karimi,M. and Ghanati,F. 2011. Responses of growth and antioxidant systems in Carthamus tinctorius L. under water deficit stress. Acta Physiologia Plantarum, 33 (1): 105-112.

Kim, Y.H., Khan, A.L., Waqas, M., Jeong, H.J., Kim, D.H. and Shin, J.S. 2014. Regulation of jasmonic acid biosynthesis by silicon application during physical injury to Oryzasativa L. Journal of Plant Research, 127: 525-532.

Kong, W., Liu, F., Zhang, C., Zhang, J. and Feng, H. 2016. Non-destructive determination of Malondialdehyde (MDA) distribution in oilseed rape leaves by laboratory scale NIR hyperspectral imaging. Scientific Reports, 6: 1-8.

Laemmli, U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227: 680-685.

Mukherjee, S.P. and Choudhuri, M.A. 1983. Implicatio n of water stress-induced changes in the levels of endogenous ascorbic acid and hydrogen peroxide in Figna seedlings. Journal of Plant Physiology, 58: 166-170.

Naderi, R., Valizadeh, M., Toorchi, M. and Shakiba, M.R. 2014. Antioxidant enzyme changes in response to osmotic stress in wheat (Triticumaestivum L.) seedling”, Acta Biologica Szegediensis, 58(2): 95-101. (In Persian)

Nakano, Y. and Asada, K. 1987. Purification ofascorbate peroxidase in spinach chloroplast: ininactivation in ascorbate-depleted medium andreactivation by monodehydroascorbate radical. Plant Cell Physiology, 28: 131-140.

Naz, H., Akram, N.A. and Ashraf, M. 2016. Impact of ascorbic acid on growth and some physiological attributes of cucumber (Cucumis sativus) plants under water-deficit conditions. Pakistan Journal of Botany, 48, 877-883.

Nezhadahmadi, A., Prodhan, Z.H. and Faruq, G. 2013. Drought Tolerance in Wheat. Hindawi Publishing Corporation, 2013: 1-12.

Nimse, S.B. and Pal, D.P. 2015. Free radicals, natural antioxidants, and their reaction mechanisms. RSC Advances, 5 (35): 27986-28006.http://dx.doi.org/10.1039/C4RA13315C. [ Links ]

Parry, M. A. J., Andralojc, P.J., Khan, S., Lea, P. J. and Keys, A.J. 2002. Rubisco Activity: Effects of Drought Stress. Annals of Botany, 89: 833-839.

Perdomo, J.A., Capó-Bauçà, S., Carmo-Silva, E. and Galmés, J. 2017. Rubisco and Rubisco Activase Play an Important Role in the Biochemical Limitations of Photosynthesis in Rice, Wheat, and Maize under High Temperature and Water Deficit. Frontiers in Plant Science, 8: 1-15.

Racchi, M.L. 2013. Antioxidant defenses in plants with attention to Prunus and Citrusspp. Antioxidants 2: 340-369.

Rahimi, Z. 2015. Evaluation of growth indices, water and light useefficiency in drought suseptible and tolerant wheat genotypes under different irrigation levels.Master's degree in Agronomy and Plant Breeding Agrarian Sciences, Faculty of Agriculture, Kurdistan University. (In Persian)

Rathinasabapathi, B., Burnet, M., Russell, BL., Gage, DA., Liao, PC., Nye, GJ., Scott, P., Golbeck, JH. and Hanson, AD.1997. Choline monooxygenase, an unusual iron-sulfur enzyme catalyzing the first step of glycine betaine synthesis in plants: prosthetic group characterization and cDNA cloning. Plant Biology, 94:3454-3458.

Russo, M.A. and Belligno, A. 2010. Different availabilities of reduced nitrogen: Effects on oxidative stress in chicory plants, Emirates Journal of Food and Agriculture, 22 (4): 250-258.

Sairam, R. K., Deshmukh, P. S., and Saxena, D. C. 1998. Role of antioxidant systems in wheat genotypes tolerance to water stress. Biologia Plantarum, 41 (3): 387-394.

Shalata, A. and Neumann, P.M. 2001. Exogenous ascorbic acid (Vitamin C) increase resistance to salt stress and reduces lipid peroxidation. Journal of Experimental Botany, 52: 2207-2228.

Sharwood, R.E., Sonawane, B.V., Ghannoum, O. and Whitney, S.M. 2016. Improved analysis of C4 and C3 photosynthesis via refined in vitro assays of their carbon fixation biochemistry. Journal of Experimental Botany, 67: 3137-3148.

Shekoofa, A., Anderson, P.R., Sinclair, T.R., Balota, R. and Isleib, T.G. 2015. Measurement of limited-transpiration trait under high vapor pressure deficit for peanut in chambers and in field. Agronomy Journal, 107 (3): 1019-1024.

Sytar, O., Kumar, A., Latowski, D., Kuczynska, P., Strzałka, K. and Prasad, M.N.V. 2013. Heavy metal-induced oxidative damage, defense reactions, and detoxification mechanisms in plants. Acta Physiology Plantarum, 35: 985-999.

Tewari, RK., Hadacek, F., Sassmann, S. and Lang, I. 2013. Iron deprivation-induced reactive oxygen species generation leads to non-autolytic PCD in Brassica napus leaves. Environmental and Experimental Botany, 91:74-83.

Toscano, T., Farieri, E., Ferrante, A. and Romano, D. 2016. Physiological and biochemical responses in two ornamental shrubs to drought stress. Frontiers in Plant Science, 7: 1-12.

Tripathi, D.K., Singh, S., Singh, V.P., Prasad, S.M., Dubey, N.K. and Chauhan, D.K. 2017. Silicon nanoparticles more effectively alleviated UV-B stress than silicon in wheat (Triticumaestivum) seedlings. Plant Physiology and Biochemistry, 110: 70-81.

Wang, J., Zeng, Q., Zhu, J., Liu, G. and Tang, H. 2013. Dissimilarity of ascorbate-glutathione (AsA-GSH) cycle mechanism in two rice (Oryza sativa L.) cultivars under experimental free-air ozone exposure. Agricalture Ecosystems and Environment, 165: 39-49.

Wang, X., Vignjevic, M., Jiang, D., Jacobsen, S. and Wollenweber, B. 2014. Improved tolerance to drought stress after anthesis due to priming before anthesis in wheat (Triticumaestivum L.) var. Vinjett. Journal of Experimental Botany, 65 (22): 6441-6456.

Wu, Z., Liu, S., Zhao, J., Wang, F., Du, Y. and Zou, S. 2017. Comparative responses to silicon and selenium in relation to antioxidant enzyme system and the glutathione-ascorbate cycle in flowering Chinese cabbage (Brassica campestris L. ssp. chinensis var. utilis) under cadmiumstress. Environmental and Experimental Botany, 133: 1-11.

Yadav, N. and Sharma, S. 2016. Reactive Oxygen Species, Oxidative stress and ROS scavenging system in plants. Journal of Chemical and Pharmaceutical Research, 8 (5):595-604.

Yang, H., Zhao, L., Zhao, S., Wang, J. and Shi, H. 2017. Biochemical and transcriptomic analyses of drought stress responses of LY1306 tobacco strain. Scientific Reports, 7: 1-10.

Zhang, Q. and Rue, K. 2014. The Effect of glycinebetaine priming on seed germination of six turfgrass species under drought, salinity, or temperature stress. Horticulture Science, 49 (11): 1454-1460.

Zinta, G., AbdElgawad, H., Domagalska, M.A., Vergauwen, L., Knapen, D. and Nijs, I. 2014. Physiological, biochemical, and genome-wide transcriptional analysis reveals that elevated CO₂ mitigates the impact of combined heat wave and drought stress in Arabidopsis thaliana at multiple organization allevels. Global Change Biology, 20: 3670-3685.